90874 - APPLIED BIOCHEMISTRY.

Conoscenze e abilità da conseguire

Applied Biochemistry” ha come obiettivi lo studio dei fondamenti teorici, delle implementazioni strumentali e delle principali tecniche in uso in ambito cosmetico, nella preparazione ed analisi di campioni per indagini biochimiche. Lo studente: o conosce i principi fisici e chimici alla base delle principali tecniche e degli strumenti impiegati nelle indagini biochimiche sui prodotti cosmetici con particolare riferimento ai nuovi test in vitro; o conosce i diversi parametri su cui può agire per modificare un’analisi biochimica sui prodotti cosmetici; o comprende un protocollo di lavoro e le principali grandezze su cui agire per ottimizzarlo; o è in grado di descrivere gli elementi strutturali dei principali strumenti di un laboratorio biochimico/cosmetologico; o conosce correttamente la terminologia impiegata nelle metodologie biochimiche in ambito cosmetico. o è in grado di utilizzare le conoscenze acquisite per valutare i risultati di un esperimento, individuarne le criticità e ottimizzarlo; o sa valutare il possibile impatto delle variazioni dei parametri in gioco in un esperimento per la valutazione della corrosione ed irritazione cutanea, misure dell’assorbimento cutaneo e nelle principali indagini strumentali per la misura della fototossicità; o è in grado di orientarsi fra le principali metodologie qualitative e quantitative, per selezionare quella idonea allo studio del problema con particolare riferimento ai nuovi test in vitro disponibili per l’analisi dei prodotti cosmetici.

Contenuti

Modulo I - Lezioni Frontali (40 ore)

Principi di base: studi biochimici e di biologia molecolare, misure biochimiche quantitative, sicurezza in laboratorio.

Biologia molecolare, bioinformatica e tecniche di base: struttura degli acidi nucleici, complessità dei geni e del genoma, localizzazione e confezionamento degli acidi nucleici, funzioni e manipolazione degli acidi nucleici, isolamento e separazione degli acidi nucleici, biologia molecolare e bioinformatica, analisi molecolare delle sequenze di acido nucleico , Reazione a catena della polimerasi (PCR), sequenziamento nucleotidico del DNA.

Cenni di DNA ricombinante e analisi genetica: Costruzione di librerie di geni, vettori di clonazione, ibridazione e sonde geniche, librerie di geni di screening, applicazioni di clonazione genica, espressione di geni estranei, analisi di geni ed espressione genica, analisi di genomi interi, farmacogenomica, biotecnologie molecolari e applicazioni .

Tecniche di coltura cellulare: Il laboratorio di coltura cellulare e le attrezzature, Considerazioni sulla sicurezza nella coltura cellulare, Tecniche asettiche e buona cultura cellulare, Tipi di cellule animali, caratteristiche e mantenimento in coltura, Cellule staminali e colture cellulari batteriche.

Centrifugazione: principi base di sedimentazione, tipi, cura e aspetti di sicurezza delle centrifughe, centrifugazione preparativa, centrifugazione analitica.

Microscopia: microscopio ottico, sezionamento ottico, cellule e tessuti viventi di imaging, misurazione della dinamica cellulare, microscopio elettronico (EM), archiviazione di immagini.

Tecniche immunochimiche: produzione di anticorpi, metodi di immunodosaggio, immuno-microscopia, dispositivi di flusso laterale, mappatura di epitopi, immunoblotting, selezione di cellule attivate fluorescenti, tecniche di colorazione di cellule e tessuti, reazione a catena della polimerasi a cattura immuno-cattura (PCR), cromatografia di immuno-afidità, anticorpo biosensori basati, anticorpi terapeutici.

Proteine: struttura, purificazione, caratterizzazione e analisi funzionale.

Tecniche elettroforetiche: principi generali e mezzi di supporto, elettroforesi di proteine e di acidi nucleici, elettroforesi capillare, elettroforesi su microchip.

Enzimi: caratteristiche e nomenclatura, cinetica dello stato stazionario, metodi analitici per lo studio delle reazioni enzimatiche, siti attivi e meccanismi catalitici, controllo dell'attività enzimatica.

 

Modulo II - Esercitazioni di laboratorio (15 ore)

DAY 1 (pomeriggio):

Esperienza 1 Estrazione di proteine dal tessuto animale e quantificazione colorimetrica tramite spettrofotometro e discussione dei risultati

DAY 2 (mattina e pomeriggio):

Esperienza 2 Separazione elettroforetica di estratti di proteine animali - procedura di colorazione e decolorazione (durante la notte)

Esperienza 3 Saggio istochimico (colorazione ematossilina ed eosina)

DAY 3 (pomeriggio)

Esperienza 2 Separazione Elettroforetica discussione dei risultati 

Esperienza 3  Saggio istochimico, discussione dei risultati utilizzando il miscroscopio

Esperienza 4 Valutazione della fibrosi quantificazione colorimetrica tramite spettrofotometro e discussione dei risultati

Testi/Bibliografia

"Principles and Techniques of Biochemistry and Molecular Biology"

Seventh Edition

Edited by Keith Wilson and John Wolker

 

"Principles and Techniques of Practical Biochemistry"

Fifth Edition

Edited by Keith Wilson and John Wolker

 

Metodi didattici

Il corso è basato sia su lezioni frontali in aula (40 ore) che su esercitazioni di laboratorio (15 ore).

Le lezioni in aula svilupperanno in modo lineare con una prima introduzione generale su ogni argomento con richiami di biochimica generale e poi sullo sviluppo delle tecniche di analisi. L’insegnate stimolerà l’apprendimento critico e la discussione in aula da parte degli studenti. Il lavoro di laboratorio sarà sviluppato sia attraverso esercitazioni individuali che in collaborazione tra piccoli gruppi di studenti.

Modalità di verifica e valutazione dell'apprendimento

L’apprendimento verrà verificato attraverso un esame orale sul programma del corso. La valutazione terrà conto anche della frequenza e partecipazione attiva alle esercitazioni di laboratorio.

Strumenti a supporto della didattica

PC,proiettore, veranno date agli studenti le slide in supporto allo studio individuale

Orario di ricevimento

Consulta il sito web di Valeria Righi

Consulta il sito web di Elisa Boschetti